EPR/ESR顺磁捕获剂
活性氧具有调节许多重要细胞功能的作用，它和人体衰老、多种人类疾病，如癌症、糖尿病有关。 自旋捕捉ESR技术是一种检测活性氧的最可靠的办法，它能提供具有特征的ESR的信号。 顺磁共振波谱 (ESR) 捕捉剂能够成功的检测体内或体外生成的超氧自由基和羟基自由基等。
超氧阴离子和羟自由基
单线态氧
品名 货号 用途
超氧阴离子和羟自由基检测（EPR）—DMPO D048 超氧阴离子和羟自由基检测
超氧阴离子和羟自由基检测（EPR）—BMPO B568 超氧阴离子和羟自由基检测
品名货号用途
| 单线态氧检测（EPR）—TEMP | T511 | 单线态氧检测 |
C6H11NO
113.16
特点：
● 纯度高
● 杂质峰少
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NO.1. TEMP 单线态氧检测
NO.2. BMPO 超氧阴离子和羟自由基检测
NO.3. ROS Assay Kit 活性氧检测
NO.4. SOD Assay Kit 超氧化物歧化酶(SOD)检测
NO.5. Caspase-3 Assay Kit-Colorimetric- 细胞凋亡检测
规格性状
质量约为1.1g
产品概述
由于具有潜在的致癌风险和促进衰老的作用，生物体内的自由基已成为研究的热点。 DMPO是研究自由基最常用的自旋捕获剂。 它适用于捕获氧自由基，尤其是超氧化物，并生成具有特征的EPR信号的加合物。 但是，大多数市售的DMPO包含会引起高背景的杂质。 因此，这些DMPO需要进一步纯化才能在EPR上进行实验。 Dojindo的DMPO实行严格的质量管控，没有杂质引起的背景问题，因此不需要任何预纯化处理。
产品特点
•超高纯度
•更高的信噪比
•无需预纯化
同仁化学研究所 (Dojindo) 的DMPO没有杂质 (*) 检出
以羟自由基的Fenton反应(黑色)和空白(蓝色)为例，同仁化学研究所(Dojindo)的峰更清晰，S/N比例更高
应用
自旋捕获剂，EPR（ESR）检测，超氧阴离子，羟基自由基
原理
自旋捕捉ESR技术是一种检测活性氧的最可靠的办法，它能提供具有特征的ESR信号。DMPO采用一种特殊的敏感方法，可以捕捉超氧阴离子和羟自由基等，分别产生独特的ESR光谱。因此它是探测生物系统内ROS的强有力工具。
操作步骤
SOD清除超氧阴离子的活性检测
1. 将15 μl的DMPO溶液和 50 μl的5 mM的次黄嘌呤加入到35 μl的0.1 M的磷酸盐缓冲液 (pH 7.8) 中。
2. 加入50 μl的待测SOD标准品或待测样品，涡旋振荡 1-2 s。
3. 加入50 μl的0.4 U/ml的黄嘌呤氧化酶之后立即涡旋振荡。
4. 放置一段时间 (例如 1 min) 将溶液转入ESR样品管中检测。
5. 通过峰值计算相对强度(DMPO-O2-/Mn2+)。
C-,N-,S-基自由基的检测
1. 制备100 mM含有25 μM Diethylenetriaminepentaacetic Acid (DTPA)的磷酸盐缓冲液 (pH 7.4)，作为过渡金属螯合剂。
2. 制备以下过氧化物酶底物：A) 100 mM 甲酸钠(HCOONa)；B) 100 mM氰化钾(KCN)；C) 100 mM叠氮钠(NaN3)；D) 含有100 mM亚硫酸钠 (Na2SO3)的100 mM磷酸盐缓冲液 (pH 7.4)。
3. 制备4.0 mg/ml(~100 μM)的辣根过氧化物酶 (HRP)溶液和1 mM H2O2溶液。
4. 制备浓度为1 M的DMPO溶液。
5. 在离心管中加入130 μl的缓冲液，加入20 μl已配好的1 M的DMPO溶液，再加入20 μl底物储存液，10 μl的1 mM H2O2溶液，最后加入20 μl HRP触发反应。
6. 涡旋振荡离心管，加入到进样系统中，检测图谱。
7. 加样后调节光谱并得到图谱。各物质的终浓度为：100 mM DMPO，10 mM的底物，50 μM H2O2，10 μM HRP。
数据和操作流程由Bruker公司友情提供
参考文献
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7. Ultrasmall Cu2-xS nanodots as photothermal-enhanced Fenton nanocatalysts for synergistic tumor therapy at NIR-II biowindow,Biomaterials, 2019, 206, 101-114.DOI: 10.1016/j.biomaterials.2019.03.014
8. Intelligent Nanocomposites with Intrinsic Blood-Brain-Barrier Crossing Ability Designed for Highly Specific MR Imaging and Sonodynamic Therapy of Glioblastoma, Small, 2020, e1906985.DOI: 10.1002/smll.201906985
9. Amino acid oxidation of the D1 and D2 proteins by oxygen radicals during photoinhibition of Photosystem II,Proc. Natl. Acad. Sci., 2017, 114(11), 2988-2993.DOI: 10.1073/pnas.1618922114
10. Hydrogen sulfide cytoprotective signaling is endothelial nitric oxide synthase-nitric oxide dependent,Proc. Natl. Acad. Sci., 2014, 111(8), 3182-3187.DOI: 10.1073/pnas.1321871111
11. Nonenzymatic displacement of chlorine and formation of free radicals upon the reaction of glutathione with PCB quinones,Proc. Natl. Acad. Sci., 2009, 106(24), 9725-9730.DOI: 10.1073/pnas.0810352106
12. Overexpression of Extracellular Superoxide Dismutase Attenuates Heparanase Expression and Inhibits Breast Carcinoma Cell Growth and Invasion, Cancer Research, 2009, 69(15), 6355-63.DOI: 10.1158/0008-5472.CAN-09-1195
13. Manganese Superoxide Dismutase Modulates Hypoxia-Inducible Factor-1A Induction via Superoxide,Cancer Research, 2008, 68(8), 2781-8.DOI: 10.1158/0008-5472.CAN-07-2635
14. Iron and sulfur co-doped graphite carbon nitride (FeOy/S-g-C3N4) for activating peroxymonosulfate to enhance sulfamethoxazole degradation, Chemical Engineering Journal, 2020, 382, 122836.DOI:10.1016/j.cej.2019.122836
15. Spontaneous DNA damage to the nuclear genome promotes senescence, redox imbalance and aging,Redox Biology, 2018, 17, 259-273.DOI: 10.1016/j.redox.2018.04.007
16. Switch of Mitochondrial Superoxide Dismutase into a Prooxidant Peroxidase in Manganese-Deficient Cells and Mice,Cell Chemical Biology, 2018, 25, 413-425.DOI: 10.1016/j.chembiol.2018.01.007
17. Photochemical reaction of tricresyl phosphate (TCP) in aqueous solution: Influencing factors and photolysis products,Chemosphere, 2020, 241, 124971.DOI: 10.1016/j.chemosphere.2019.124971
18. Crossover between anti- and pro-oxidant activities of different manganese oxide nanoparticles and their biological implications,Journal of Materials Chemistry B, 2020,DOI: 10.1039/c9tb02524c
C10H17NO3&am
199.25
特点：
● 纯度高
● 杂质峰少
● 灵敏度高
活动进行中
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凑单关联产品TOP5
NO.1. DMPO 超氧阴离子和羟自由基检测
NO.2. TEMP 单线态氧检测
NO.3. Calcein-AM/PI Double Staining Kit 活死细胞双染
NO.4. ROS Assay Kit 活性氧检测
NO.5. Annexin V, FITC Apoptosis Detection Kit 细胞凋亡检测
产品概述
自旋捕捉技术是当今检测和鉴别不稳定自由基的最可靠的手段之一。顺磁共振波谱 (EPR) 捕捉剂能够成功的检测体内或体外生成的超氧自由基和羟自由基等。
BMPO是同仁化学研究所 (DOJINDO) 自主开发生产的新型高效、高稳定型自由基捕捉剂。它在捕捉自由基能力上优于PBN、DMPO等一般捕获剂，与自由基的结合能力更强，半衰期 (t½=23 min) 更长，ESR谱图能够明显的区别不同的自由基结构如：GS•和•OH。BMPO检测结果可靠性高、重复性强。由于具有高水溶性的特点，更利于水相体系自由基的研究，尤其是生物体系的自由基研究。
应用
自旋捕获剂，EPR（ESR）检测，超氧阴离子，羟基自由基
产品特点
•半衰期长，可检测自由基加合物
•高水溶性
•更高的信噪比
化学结构式
操作步骤
常规检测步骤 (*本数据仅供参考，具体参数可能因仪器厂家的不同而适当调整)
检测芬顿 (Fenton) 反应所产生的羟自由基：
1. 将1.5 mg的BMPO溶解于5 ml的超纯水。
2. 取15 μl的BMPO溶液，75 μl的1 mM的H2O2和75 μl的100 μM的FeSO4加入到50 μl的超纯水中。
3. 放置一段时间 (例如1 min) 将溶液转入EPR样品管中检测。
4. 通过峰值计算相对强度。
检测黄嘌呤和黄嘌呤氧化酶体系 (XO) 所产生的超氧自由基：
1. 溶液A：将1 mg的BMPO溶解于1 ml的浓度为50 mM的PBS溶液 (pH 7.4)。
2. 溶液B：用50 mM的PBS溶液 (pH 7.4) 配制含有1 mMDTPA和0.4 mM黄嘌呤的混合溶液。
3. 溶液C：用50 mM的PBS溶液 (pH 7.4) 配制含有0.1 U/ml的黄嘌呤氧化酶溶液。
4. 取15 μl溶液A，135 μl溶液B和10 μl溶液C混合。
5. 放置一段时间 (例如 8 min) 将溶液转入EPR样品管中检测。
6. 通过峰值计算相对强度。
实验例
(*本数据仅供参考，具体参数可能因仪器厂家的不同而适当调整)
*本数据均由Bruker公司EPR仪器检测得出，由于BMPO的分子结构在平面上下差异较大，使得图中BMPO/•OH的两种异构体的超精细结构常数较大能够被ESR分辨出来。本实验中BMPO/•OH的两种立体异构体与BMPO/•OOH的构成相似，两种BMPO结合物的适宜条件为：
构象异构体 (conformer)Ⅰ：
aN =13.47 G，aH
aHβ=15.31 G，aH
aHγ1 = 0.62 G
构象异构体 (conformer)Ⅱ：
aN =13.56 G，aH
aHβ=12.3 G，aH
aHγ1 = 0.66 G
超氧化物检测操作流程
1. 用100 mM的PBS溶液 (pH 7.4) 制备浓度为25 μM的DTPA，作为过渡金属螯合剂。
2. 用100 mM PBS (pH 7.4)配制1 mM次黄嘌呤溶液。
3. 配制1 U/ml的黄嘌呤氧化酶溶液。
4. 将10 mg的BMPO溶于200 μl的PBS溶液中。(终浓度约为 250 mM)。
5. 向EP管中加入70 μl缓冲液。
6. 继续添加20 μl浓度为250 mM的BMPO和100 μl步骤2中准备的1 mM的次黄嘌呤溶液。
7. 加入10 μl黄嘌呤氧化酶触发反应，将EP管漩涡震荡后转移到扁平池。
8. 上样并调整参数，获得图谱。
溶液终浓度为：25 mM BMPO， 0.5 mM次黄嘌呤和0.05 U/ml的黄嘌呤氧化酶。
羟自由基操作流程
1. 分别准备1 mM的FeSO4，10 mM的H2O2和250 mM的BMPO水溶液。
2. 向EP管中加入140 μl的超纯水。
3. 继续加入20 μl浓度为250 mM的BMPO和20 μl浓度为1 mM的FeSO4。
4. 加入20 μl浓度为10 mM的H2O2，触发反应。
5. 混合并迅速转移至扁平池中。
6. 上样并调整参数，获得图谱。
溶液终浓度为：25 mM BMPO，0.1 mM FeSO4和1 mM H2O2
*建议实验人员做背景图片，以在EPR图谱中排除自选杂质的干扰。
相关参考数据
超氧化物信号强弱随时间的变化曲线和半衰期时间
*BMPO检测超氧阴离子O2•-的半衰期 (pH=7.4) 更长。因此更适合长时间观察样品的实验。(如检测生物酶反应)
参考文献
1. Highly Catalytic Niobium Carbide (MXene) Promotes Hematopoietic Recovery after Radiation by Free Radical Scavenging,ACS Nano, 2019, 13(6), 6438-6454.DOI: 10.1021/acsnano.8b09327
2. Peroxymonosulfate enhanced visible light photocatalytic degradation bisphenol A by single-atom dispersed Ag mesoporous g-C3N4 hybrid, Applied Catalysis B: Environmental, 2017, 211, 79-88.DOI: 10.1039/c8dt00919h
3. Synergetic Activation of Peroxymonosulfate by Co3O4 Modified g-C3N4 for Enhanced Degradation of Diclofenac Sodium under Visible Light Irradiation, Applied Catalysis B: Environmental, 2017, 218, 810-818.DOI:10.1016/j.apcatb.2017.07.016
4. Tailored synthesis of active reduced graphene oxides from waste graphite: Structural defects and pollutant-dependent reactive radicals in aqueous organics decontamination, Applied Catalysis B: Environmental, 2018, 229, 71-80.DOI:10.1016/j.apcatb.2018.02.010
5. Mitochondria-targeted TPP-MoS2 with dual enzyme activity provides efficient neuroprotection through M1/M2 microglial polarization in an Alzheimer’s disease model, Biomaterials, 2020, 232, 119752.DOI: 10.1016/j.biomaterials.2019.119752
6.Impact of humic acid on the degradation of levofloxacin by aqueous permanganate: Kinetics and mechanism,Water Research, 2017, 123, 67-74.DOI: 10.1016/j.watres.2017.06.037
7. Quinone group enhances the degradation of levofloxacin by aqueous permanganate: Kinetics and mechanism,Water Research, 2018, 143, 109-116.DOI: 10.1016/j.watres.2018.06.026
8. Enhanced Fenton-like degradation of pharmaceuticals over framework copper species in copper-doped mesoporous silica microspheres,Chemical Engineering Journal, 2015, 274, 298-306.DOI: 10.1016/j.cej.2015.03.137
9. MOF-templated synthesis of CoFe2O4 nanocrystals and its coupling with peroxymonosulfate for degradation of bisphenol A,Chemical Engineering Journal, 2018, 353, 329-339.DOI:10.1016/j.cej.2018.07.105
10. Mechanism of Catalytic Ozonation in Fe2O3/Al2O3@SBA-15 Aqueous Suspension for Destruction of Ibuprofen,Environ. Sci. Technol., 2015, 49(3), 1690-1697.DOI: 10.1021/es503729h
11. Mechanism for enhanced degradation of clofibric acid in aqueous bycatalytic ozonation over MnOx/SBA-15,Journal of Hazardous Materials, 2015, 286, 276-284.DOI: 10.1016/j.jhazmat.2014.12.050
关联产品
氧化应激与自由基
品名货号用途
| 超氧阴离子和羟自由基检测（EPR）—BMPO | B568 | 超氧阴离子和羟自由基检测 |
| 超氧阴离子和羟自由基检测（EPR）—DMPO | D048 | 超氧阴离子和羟自由基检测 |
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细胞中的氧化应激是由代谢、电离辐射和与DNA直接相互作用的致癌化合物产生的ROS导致的。在代谢的过程中，小部分的氧由于一个电子的还原变成超氧阴离子，接着超氧阴离子被超氧化物岐化酶 (SOD) 转变成氧气和过氧化氢。过氧化氢由过氧化氢酶或谷胱甘肽过氧化物酶还原成水。然而如果过氧化氢并没有被这些酶完全还原，当它被铁(Fenton反应)氧化将产生反应性极强的羟自由基。羟自由基还可以由紫外线照射产生或直接电离辐射水产生。羟自由基可以与脂反应产生脂质过氧化物。然而并非所有ROS都是有害的。次氯酸盐离子是一种由中性粒细胞的髓过氧化物酶产生的过氧化氢衍生而来的ROS，它具有杀菌活性。NO也称为内皮来源的舒张因子，它是由NO合成酶产生的。不过NO和超氧阴离子反应可产生具有细胞毒性的过氧亚硝基阴离子。ROS和活性氮化合物在生物系统中具有许多不同的活性。相应地好氧生物会产生防止氧化应激的防御机制。最近在对防御机制以及氧化损伤与疾病或老化过程之间关系的研究中，氧化应激已成为许多研究的焦点。最终已发展出许多用于检测ROS相关或ROS来源的物质的方法，这些物质包括超氧阴离子、超氧化物岐化酶、谷胱甘肽、谷胱甘肽还原酶、谷胱甘肽过氧化物酶、DNA损伤、8-氧基鸟嘌呤、8-硝基鸟嘌呤和蛋白质羰基等。